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CA 02365322 2001-10-15
WO 00/62821 PCT/FR00/00981
PROCEDE D'ELIMINATION DES PROTOZOAIRES, NOTAMMENT DES
AMIBES LIBRES D'UN FLUX AQUEUX COLONISE, PROCEDE DE
TRAITEMENT D'UN FLUX AQUEUX PAR ELECTROPULSATION ET
SON APPLICATION POUR ELIMINER DES PROTOZOAIRES.
La présente invention concerne un procédé d'élimination de
protozoaires colonisant un milieu aqueux par l'application d'un champ
électrique pulsé au milieu, ainsi qu'un procédé de traitement d'un milieu
aqueux colonisé par électropufsation et son application à l'élimination des
protozoaires.
Des amibes thermophiles sont dites libres car elles peuvent se
reproduire sans passer par un hôte intermédiaire. Parmi les nombreuses
espèces d'amibes libres, certaines peuvent étre à l'origine de pathologies
chez l'homme : il s'agit des amibes appartenant aux genres Naegleria
(espèce fowlen~, Acanthamoeba (plusieurs espèces), et Balamuthia
(espèce mandrillaris). Les amibes libres existent sous plusieurs formes
- la forme végétative ou trophozoïte, infectante, et sous laquelle
elles peuvent se multiplier,
- la forme kystique, de résistance, lorsque les conditions
extérieures sont défavorables (par exemple température inférieure à
20°C,
présence d'agents oxydants ...),
- et la forme flagellée, seulement pour certaines d'entre elles
(notamment Naegleria fowlen~.
Le milieu naturel de développement des amibes libres est l'eau
douce. Acanthamoeba semble pouvoir survivre dans l'eau de mer,
Naegleria ne tolère pas une salinité supérieure à 5 g/1. N. Fowleri croît et
se
multiplie au-dessus d'une température de 20°C, avec une température
optimale de 25 à 45°C. D'autres facteurs, tels que la présence de
particules organiques en suspension, de bactéries ou de nutriments,
semblent également nécessaires à leur multiplication. Enfin, la présence
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d'une interface solide chaude, notamment s'il y a peu de courant, serait
particulièrement propice à leur développement.
Dans les milieux naturels, dans les régions tempérées, l'abondance
des amibes est essentiellement observée lors d'étés chauds. On peut
également la retrouver dans les eaux artificiellement réchauffées (piscines,
rejet de sites industriels). Par exemple, une eau chaude naturelle en
Australie a pu contenir 900 à 1000 N. fowleri par litre. Dans une eau
artificiellement réchauffée, comme dans la lagune de rejet de certaines
centrales thermiques, les concentrations ne dépassaient pas 1,6 par litre.
En revanche, pour les centrales ayant un circuit tertiaire de refroidissement
fermé dans lequel l'eau tourne "en boucle" (avec toutefois un appoint
extérieur accompagné d'un faible rejet), les concentrations de N. fowleri
sont plus importantes. Acanthamoeba est couramment retrouvée dans les
eaux domestiques et dans les eaux douces naturelles. Par ailleurs, un
portage humain a été observé de façon directe dans de nombreux pays,
dans les cavités nasales, la gorge ou le tube digestif dans une faible
proportion des populations étudiées. En revanche, dans les pays chauds,
une majorité de sujets peut présenter des anticorps sanguins dirigés contre
N. fowleri et Acanthamoeba, et on conclut qu'il y a donc une large
exposition aux amibes libres dans ces populations.
N. fowleri provoque une méningo-encéphalite. La voie exclusive de
contamination est la muqueuse nasale, les amibes traversant ensuite les
barrières muqueuses et osseuses pour atteindre le cerveau. Si tout risque
de contamination par voie digestive, notamment pour l'eau de boisson, est
exclu de l'ensemble des cas rapportés, un grand nombre de cas paraît
associé à l'exposition aquatique dans une eau relativement chaude, par
baignade ou sports nautiques, ce qui pourrait expliquer que la maladie
frappe plus fréquemment les enfants et les jeunes gens en raison d'une
pratique plus importante des sports nautiques. Ce fait peut aussi
correspondre à une immunité moins développée que chez l'adulte vis-à-vis
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de ces protozoaires. La maladie est très rare, puisque seulement 180 cas
ont été rapportés au 1 er janvier 1998 pour l'ensemble de la planète. La
disparité entre l'ubiquité du protozoaire et la rareté des manifestations
pathologiques qu'il entraîne est donc frappante, même s'il est très probable
que certains cas ont pu échapper au diagnostic, en raison méme de la
rareté de la maladie, et du fait de l'absence de spécificité du tableau
clinique. Après l'exposition à un milieu aquatique contaminé, le délai
d'apparition des signes cliniques semble étre de trois à cinq jours. De très
nombreux traitements antibiotiques ont été tentés. Les résultats sont
décevants ; la littérature ne rapporte que six cas de survie. Par ailleurs,
diverses espèces du genre Acanthamoeba peuvent provoquer des
kératites, notamment chez les porteurs de lentilles de contact (problème du
rinçage avec de l'eau non stérile). Enfin, diverses espèces du genre
Acanthamoeba et du genre Balamuthia peuvent entraîner des encéphalites
granulomateuses, chez des personnes dont les défenses immunitaires sont
déficientes. Dans ce cas, la porte d'entrée est souvent cutanée.
En terme de prévention, il faut souligner que le risque croit de
façon exponentielle avec le niveau de colonisation, ce qui explique le peu
de cas observés de par le monde, mais aussi la possibilité d'émergence de
cas groupés si une même source est très contaminée (16 décès liés à des
baignades dans une piscine en République Tchèque). Ainsi lorsque la
surveillance métrologique d'un milieu fait apparaître un risque trop élevé de
méningo-encéphalite, un traitement s'impose.
Jusqu'à présent ce traitement a essentiellement été basé sur la
chloration (lacs américains), ou la chloramination, comme en Australie
dans le réseau d'eau potable. En France, la constatation d'une
multiplication de ces amibes dans certaines centrales peut amener
l'entreprise EDF à pratiquer des chlorations durant certains étés. Cette
méthode est efficace si les niveaux de chlore libre résiduels sont
suffisamment importants et si le traitement est continu. Dans le cas de forts
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débits à traiter, surtout en eau brute, ce traitement entraîne la production
de sous-produits qui sont alors relâchés dans l'environnement. Ces
produits pouvant avoir une toxicité pour l'homme à long terme, il a paru
nécessaire de rechercher une autre méthode de traitement.
II existe un besoin pour un procédé et des installations capables de
détruire des protozoaires et notamment des amibes libres de façon
efficace, sans entraîner d'effet secondaire et qui fonctionnent en
permanence dans de bonnes conditions économiques.
Certains effets liés à l'application d'un champ électrique sur une
suspension cellulaire ont déjà été décrits : lorsque l'on place une cellule
dans un champ électrique, les lignes de champ sont déviées par celle-ci,
ce qui provoque une accumulation des charges à la surface de la cellule.
Ainsi, il en résulte une différence de potentiel transmembranaire induite ~V
qui se superpose à la différence native OLYo [Bernhardt J. et Pauly H.
(1973):(1 )].
La formule la plus complète retenue dans le cas d'un champ à
cinétique en vague carrée et d'une cellule sphérique en suspension est ia
suivante [Kinosita et Tsong (1979) (2)]
OV(t) = fg(~,) r E(t) cos 8 (1-e--"Tp) éq 1
L'expression de cette différence de potentiel induite en un point M
au temps t est fonction de
E : l'intensité du champ électrique appliqué,
f : le facteur forme de la cellule (1,5 dans le cas d'une sphère),
g (~,) : facteur lié aux conductivités des milieux externe et interne et
à celle de la membrane de la perméabilité membranaire ~,,
r : le rayon de la cellule,
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0 : l'angle entre le vecteur champ électrique macroscopique et
la normale au plan de la membrane au point considéré M,
est le temps de charge de la capacité membranaire (de
l'ordre de la microseconde),
5 t : temps d'application du champ.
Lorsque la durée des impulsions est très supérieure au temps de
charge de la membrane (t » Tp), le terme (1-e-"TP) devient très proche de 1,
on retrouve alors, à l'état stationnaire la formulation classique
0V = fg(7~) r E cos B éq 2
Le terme en cos 0 indique que pour une valeur de champ donnée,
l'amplitude de cette différence de potentiel n'est pas identique en tout point
de la cellule. Elle est maximale aux points faisant face aux électrodes
(pôles) et diminue le long de la surface cellulaire pour s'annuler à
l'équateur.
Cette différence de potentiel généré par le champ s'ajoute à la
différence de potentiel de repos ~~I'o. II en résulte une différence de
potentiel résultante OVr.
0Vr = 0~'0 + OV éq 3
Au niveau de l'hémisphère cellulaire situé face à l'anode, les
valeurs numériques de OLYo et de 0V s'additionnent pour tenir compte de la
vectorialité de l'effet du champ, ce qui entraîne une hyperpolarisation de la
membrane. En revanche, au niveau de l'hémisphère situé face à la
cathode, les valeurs numériques de ~~'o et de OV se retranchent, et la
membrane subit une dépolarisation.
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Lorsque cette différence de potentiel membranaire résultante
devient supérieure à une valeur seuil estimée à 200-250 mV [Teissié et
Tsong (1981 ):(3)], il y a induction d'un phénomène de perméabilisation [Ho
et Mittal (1996):(4)].
La structure membranaire responsable de cette perméabilité
membranaire est inconnue à ce jour, et on emploie préférentiellement le
terme de structure transitoire de perméabilisation (STP), ce qui est exprimé
de façon usuelle par le terme de "pores".
Si les conditions d'électroperméabilisation sont contrôlées, ce
phénomène de perméabilisation est transitoire et réversible, et affecte peu
ou pas la viabilité cellulaire. Cette propriété induite par le champ permet
d'avoir un accès direct au contenu cytoplasmique [Mir et al. (1988):(5) ;
Tsong (1991 ):(6) ; Hapala, (1997):(7)]. Ceci permet de faire pénétrer dans
la cellule des molécules étrangères et naturellement non perméantes et de
modifier ainsi son contenu de façon soit transitoire (électrochargement),
soit permanente, dans des techniques d'électrotransformation,
électroinsertion, par exemple.
En revanche, dans des conditions d'électropulsation particulières
drastiques, l'électroperméabilisation est un phénomène irréversible qui
conduit à la mort cellulaire ou électromortalité [Sale et Hamilton (1967):(9),
(1968):(10), Kekez et al. (1996):(14),]. Cette propriété a été utilisée soit
pour lyser des cellules afin de récupérer un métabolite d'intérêt, non
excrété naturellement par la cellule, soit pour éradiquer des cellules en
environnement (désinfection) ou ayant comme perspective de stériliser de
façon non thermique des fluides alimentaires [Jayaram et al. (1992):(16),
Knorr et al. (1994):(17) ; Qin et al. (1996):(18) ; Qin et al. (1998):(19)].
Cette technique a été appliquée à de nombreux types cellulaires
des bactéries [(Sale et Hamilton, (1967):(8); (Hülsheger et al., (1981,
1983):(11, 12);(Mizuno et Hori, (1988):(13); Jayaram et al., (1992):(16);
Grahl et Màrkl, (1996):(15); Pothakamory et al., (1996):(26); des levures
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[Sale et Hamilton, (1967):(9); Hülsheger et al., (1983):(12); Mizuno et Hori,
(1988):(13); Grahl et Màrkl, (1996):(15); Gaskova et al., (1996):(28); (Qin et
al., (1996):(18), Martin-Belloso et al., (1997):(27)], des cellules animales
[Hamilton et Sale, (1967):(8); Sale et Hamilton, (1968):(10)], et des cellules
végétales [Hamilton et Sale, (1967):(8); Sale et Hamilton, (1968):(10);
Knorr et al.; 1994:(17)]. Néanmoins, les protozoaires et notamment les
amibes libres n'ont jusqu'à présent pas fait l'objet de tels traitements.
II existe deux systèmes de pulsation suivant le volume traité (a) un
système de pulsation à lit fixe encore appelé batch, qui ne permet de traiter
que de faibles volumes suivant les dimensions des électrodes et (b) un
système de pulsation en flux qui permet de traiter une suspension cellulaire
en écoulement.
La majorité des auteurs ayant publié dans ce domaine ont travaillé
en batch [(9);(10);(11 );(12);(13);(16);(28);(26)].
Concernant le processus en écoulement, deux stratégies ont été
décrites : le flux continu et le flux séquentiel.
Dans le modèle du flux séquentiel, la chambre de pulsation est
remplie, le flux est arrêté, le champ est ensuite appliqué puis la chambre
est vidée. Ce modèle en flux séquentiel a été développé pour des travaux
d'électrofusion où le contact est médié par diélectrophorèse.
L'avantage du système en flux est de pouvoir traiter des volumes
importants.
La plupart des auteurs ont utilisé des systèmes à champ
perpendiculaire à l'écoulement de la solution
[(20);(21 );(22);(23);(24);(25);(18)] ou des systèmes avec des électrodes
coaxiales donnant un champ non uniforme mais également perpendiculaire
à l'écoulement [(18);(27);(19)].
Les demandeurs ont maintenant mis au point un procédé de
traitement de milieux contaminés par des protozoaires, par application d'un
champ électrique pulsé.
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Ce procédé peut être appliqué soit en écoulement, soit en
pulsation statique. Ce procédé de traitements des milieux colonisés,
comparé à la chloration et la chloramination, a la particularité d'être une
méthode moins invasive vis à vis de l'environnement.
Ce procédé remédie aux inconvénients des procédés connus,
notamment pour de grands volumes à traiter.
Selon un objet de l'invention, celle-ci concerne un procédé de
destruction des protozoaires caractérisé en ce que l'on soumet un flux
aqueux colonisé à un champ électrique d'une intensité supérieure à
1 kV/cm. De préférence, l'intensité varie de 1 à 30 kV/cm, et de façon
encore préférée 1,5 à 15 kV/cm.
Concernant le profil des impulsions, il peut être notamment de type
vague carrée, déclins exponentiels, trapèze, sinusoïdal ou bipolaire.
Dans ces procédés, on peut parvenir à une décontamination totale
des amibes libres dans certains milieux aqueux. Selon les conditions
électriques utilisées, on parvient à une décontamination totale des amibes
libres, soit à une réduction de l'ordre de 95% du nombre d'amibes libres.
Ainsi, l'invention concerne également l'application du procédé de
traitement d'un milieu aqueux colonisé de l'invention à l'élimination des
protozoaires.
L'invention sera mieux comprise au vu des figures annexées et de
la description détaillée ci-après.
Les figures 1 a et 1 b représentent schématiquement les
installations utilisables pour mettre en oeuvre les procédés décrits.
La figure 2 représente l'évolution en parallèle du taux de
perméabilisation cellulaire et de la viabilité des amibes en fonction de
l'intensité du champ électrique appliquée.
La figure 3 représente le pourcentage de viabilité résiduelle (illustre
la mortalité) pour différentes valeurs de l'intensité du champ, pour des
orientations parallèles, perpendiculaires à l'écoulement du flux et en batch.
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La figure 4 illustre l'évolution à énergie constante 25 J/cm3 de la
viabilité à long terme et du taux de perméabilisation des cellules.
La figure 5 illustre l'optimisation de l'énergie.
Par milieu colonisé selon l'invention, on entend tout milieu aqueux
domestique, naturel ou industriel pouvant comporter ou comportant des
protozoaires, notamment des amibes, et particulièrement des amibes
libres, comme des eaux de baignade naturelles ou réchauffées, piscines et
bains, des eaux de rejets industriels, des milieux aqueux des circuits de
refroidissement ou de chauffage, des milieux aqueux des circuits de
ventilation et de climatisation, des eaux potables, et de façon générale tout
milieu où des protozoaires et notamment des amibes, et particulièrement
des amibes libres sont susceptibles de vivre, survivre ou se multiplier.
Les procédés de l'invention sont mis en oeuvre dans des
installations en flux continu, ou en flux séquentiel.
En ce qui concerne les impulsions, leur nombre peut varier de 1 à
100 impulsions successives, notamment de 1 à 50, de préférence 1 à 10.
Leur durée peut varier de 0,5 p,s à 24 ms, notamment 1 ~.s à 10 ms
environ.
Concernant le profil des impulsions, il peut être notamment de type
vague carrée, déclins exponentiels, trapèze, sinusoïdal ou bipolaire.
Les impulsions peuvent être délivrées avec une fréquence allant de
1 à 2000 Hz.
Ainsi, on a déterminé des conditions d'application efficaces pour
des intensités de l'ordre de 1,5 kV/cm à 30 kV/cm, des impulsions de
0,5 ~s à 24 ms et un nombre d'impulsions appliquées à la cellule allant de
1 à 100.
De préférence, on applique dix impulsions de 10 ms à 1,5 kV/cm,
ou encore une impulsion de 10 ~,s à 11 kV/cm, ou encore une impulsion de
50 ~s à 9 kV/cm.
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Exemple 1
Les expériences ont été réalisées sur des amibes Naegleria
Iovaniensis Ar9M1. La souche choisie se dénomme Ar-9M1. Cette dernière
a été isolée dans les eaux chaudes (45°C) d'une centrale thermique de
5 Floride en 1976 (Stevens et al., 1979). Cette espèce est la plus proche du
point de vue phylogénique de l'espèce pathogène : N. fowleri Pernin et al.,
1985 montrent que N. lovaniensis et N. fowleri descendent d'un ancétre
commun. Ces deux espèces sont toutes les deux thermophiles et se
développent particulièrement bien à une température d'environ 44°C. Par
10 ailleurs, le fait qu'elles aient des profils isoenzymatiques très proches
montre qu'elles ont également des caractéristiques physiologiques
similaires. Les trophozoïtes de N. lovanensis Ar-9M1 ont une taille de 18,2
~m (8,5-31,5) x 10,9 ~m (4-21). Les kystes ont quant à eux un diamètre de
10,3 ~.m (7,5-12,5). Les caractéristiques de taille sont proches de celles de
N. fowleri. Pour travailler sur la forme végétative, on utilise la culture
axénique. Dans ce type de culture les éléments nutritifs ne sont pas
apportés par des bactéries mais par un milieu nutritif. La culture est
réalisée en condition axénique sur des boites de plastique à 37°C en
utilisant le milieu de culture de Chang. Le milieu de pulsation est de l'eau
de la Garonne, filtrée ayant une conductance de l'ordre de 200 ~s/cm.
Les Générateurs
Les générateurs utilisés dans cette étude (CNRS et Cober 605p)
génèrent des impulsions à cinétique en vague carrée de polarité négative.
La durée des impulsions est variable entre 5 ~s et 24 ms et la fréquence
d'application de 0,1 à 10 Hz en pilotage interne et de 2000 Hz en pilotage
externe. Le voltage délivré par l'appareil est de 1500 volts maximum (8 A).
Le Cober 605P a été utilisé pour délivrer des champs intenses
(7 kV/cm < E < 10 kV/cm) en appliquant une seule impulsion de
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durée < 300 Vis. Ce dernier est susceptible de délivrer une tension de sortie
de 2 kV(10A).
Le montage expérimental
II est placé à l'intérieur d'un hotte au flux laminaire afin de travailler
dans les conditions de sécurité requises. La viabilité est évaluée à
24 heures après le traitement électrique par la technique de coloration au
cristal violet.
La perméabilisation des cellules est quantifiée en cytométrie de
flux par l'utilisation d'un marqueur fluorescent naturellement non perméant,
l'iodure de propidium.
Batch : la chambre de pulsation C est constituée de deux
électrodes à lames planes en acier, maintenues parallèles par des cales
isolantes reliées à un électropulsateur (E) et un oscilloscope (O). La
distance 2 entre les électrodes est de 0,4 cm ou de 0,25 cm. Sur la figure
1 a, la flèche indique le dépôt des cellules.
Flux : le système de pulsation mis au point au laboratoire est
constitué de différents éléments : un réservoir 1 de cellules doté
notamment d'un dispositif d'agitation 2, une pompe péristaltique 3, une
chambre de pulsation 4 reliée à un électropulsateur 5 et un oscilloscope 6
et un système collecteur 7 permettant de récupérer les cellules (cf. figure
1 b).
La pompe péristaltique (pompe, minipuls 3, Gilson) assure une
surpression dans le réservoir de cellules, ce qui permet d'entraîner la
suspension cellulaire vers la chambre d'électropulsation, sans passage
entre les galets de la pompe. Celle-ci est dotée d'un système débimétrique
qui permet de régler le débit de manière précise. Le débit Q utilisé est basé
sur la notion de temps de résidence de façon à ce que chaque cellule qui
rentre dans la chambre de pulsation subisse les mêmes conditions
électriques. II est défini par la fréquence (F), le nombre (N) des impulsions
et par le volume (V) de la chambre de pulsation par la relation suivante
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fréquence (Hz) x 60 x Volume de la chambre (ml)
Q(ml/minute) _
nombre d'impulsions appliquées
Descriptif des électrodes en écoulement
1 - Champ perpendiculaire à l'écoulement : les électrodes sont
constituées par deux lames parallèles en acier séparées par une distance
interélectrode de 0,4 cm. Le volume de la chambre de .pulsation est de
0,2 ml.
2 - Champ parallèle à l'écoulement : les électrodes utilisées sont
des grilles, constituées d'un maillage (80 pm x 100 gym), au travers duquel
les cellules transitent. La distance interélectrode est de 0,93 cm et le
volume de la chambre de pulsation est de 0,117 ml.
Les électrodes dans les deux systèmes sont connectées à un
générateur de haute tension soit CNRS, soit COBER 605P relié à un
oscilloscope (Enertec) permettant ainsi de visualiser les paramètres
électriques délivrés. Le profil cinétique des impulsions délivrées par le
générateur est dit en vague carrée, l'intensité du champ demeurant
constante durant toute la durée des impulsions (T). La flexibilité de
l'électropulsateur permet de moduler la tension (U), la durée (T), le nombre
(N), et la fréquence (F) des impulsions.
II est possible d'optimiser la méthode tout en minimisant le coût
énergétique. II a été montré que la perte de viabilité n'était pas tant liée à
l'énergie apportée au système durant l'électropulsation qu'à la façon dont
cette énergie est apportée.
Comme cela est illustré à la figure 2, on peut évaluer l'évolution en
parallèle, du niveau de perméabilisation et de la perte de viabilité, en
fonction de l'intensité du champ électrique. Les amibes ont été
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électropulsées à des intensités de champs variables par dix impulsions de
ms, délivrées à la fréquence d'1 Hz. La viabilité est évaluée 24 heures
après l'électropulsation par la technique de coloration au crystal violet. La
perméabilisation est quantifiée en cytométrie de flux, par l'entrée d'un
5 marqueur non perméant fluorescent, l'iodure de propidium.
De plus, comme cela est illustré à la figure 3, on a comparé
l'efficacité de destruction des amibes (% de viabilité) par le champ
électrique selon la configuration utilisée (batch, champ parallèle en flux,
champ perpendiculaire en flux). Les cellules, dans les trois cas, sont
10 électropulsées par dix impulsions de 10 ms délivrées avec une fréquence
de 1 Hz. Les deux chambres de pulsation en flux ont des volumes
différents, ce qui explique pourquoi les débits utilisés pour avoir les mêmes
conditions d'électropulsation sont différents.
Le débit dans le cas où le champ est perpendiculaire à
l'écoulement (2-grisé) est de 1,2 ml/min alors que celui dans la
configuration du champ parallèle à l'écoulement (1-noir) est de 0,71 ml/min.
La figure 4 représente l'évolution à énergie constante 25 J/cm3 de
la viabilité à long terme (t) et du taux de perméabilisation (0).
On a fait varier l'intensité du champ électrique (E) et la durée
cumulée totale de pulsation (T) tout en maintenant la valeur du produit
E2xT constante. La durée des impulsions est fixée arbitrairement à 10ms et
les impulsions sont délivrées à la fréquence d'IHz. La viabilité t est révélée
à 24h par la technique de coloration au crystal violet. La perméabilisation
(~) est quantifiée en cytométrie de flux, par l'entrée d'un marqueur non
perméant fluorescent, l'iodure de propidium. Cinq conditions
d'lctropulsation sont
utilises
(1) 10 msx1, E = 3,46
kV/cm
(2) 10 msx2, E = 2,5 kV/cm
(3) 10 msx3, E = 2 kV/cm
(4) 10 msx10, E = 1,1 kV/cm
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(5) 10 msx50, E = 0,5 kV/cm
Les amibes sont plus sensibles à l'utilisation d'impulsions de courte
durée mais de forte intensité qu'à l'utilisation pendant des temps de
pulsation très longs d'impulsions de faible intensité. La destruction des
amibes dépend essentiellement de l'intensité du champ électrique appliqué
et non de la durée de pulsation effective.
Le tableau suivant représente pour diverses intensités de champ
les temps des impulsions nécessaires à obtenir 95% de mortalité et
l'énergie associée. II montre que plus l'intensité du champ est forte, moins
l'énergie à apporter au système est importante.
E(kV/cm) T(~,s) Energie (J/cm3)Puissance
ncessaire pour
traiter 1 m3/s
(MW)
10,8 10 0,232 0,232
8,9 50 0,8 0,8
8 100 1,3 1,3
7 250 2,45 2,45
La figure 5
montre les
rsultats des
exprimentations
menes pour
des champs allant jusqu' 8,8 kV/cm dans les conditions
suivantes
( 1 ) 250 Vis, 7 kV/cm
(2) 100 ~.s, 8 kV/cm
(3) 75 Vis, 8,43 kV/cm
(4) 50 Vis, 8,8 kV/cm
(5) 0 ~,s, 0 kV/cm
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Les amibes sont électropulsées à des intensités de champ
électrique variables pour une seule impulsion de faible durée. La viabilité
(% de viabilité) est évaluée 24 heures après l'électropulsation par la
technique de coloration au crystal violet. Ces paramètres obéissent à la toi
5 suivante E = 5,4 - 2,7 log T avec T en ms et E en kV/cm et T inférieur à
100ms.
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