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MILIEU DE CULTURE ANTI-ADHÉSION
DOMAINE DE L'INVENTION
La présente invention concerne un procédé culture de microorganismes, en
particulier
de protistes, réalisé de manière à prévenir l'adhésion des microorganismes sur
les parois
des réacteurs dans lesquels la culture est réalisée.
ETAT DE LA TECHNIQUE
Les micro-organismes ont tendance à adhérer aux parois lors des cultures de
longues
durées (de plusieurs jours à plusieurs mois). Ce phénomène dit de fouling
est bien
connu. Il a des conséquences très néfastes tant sur la productivité des
cultures que sur la
longévité du matériel qui doit régulièrement être nettoyé. Les cellules qui
adhérent aux parois
des bioréacteurs réduisent la quantité de lumière pénétrant à l'intérieur,
elles peuvent mourir
par manque de ressources (nutriments, oxygène.. .etc) et provoquer ainsi le
développement
d'organismes nécrophages.
Certains matériaux génèrent moins d'adhérences que d'autres mais aucun ne
permet
de s'affranchir des inconvénients cités ci-dessus.
La salinité du milieu dans lequel circulent les microorganismes et la nature
de la paroi
qui le contient peuvent avoir une incidence sur l'adhésion des microorganismes
à la paroi.
Ainsi, il a été montré que l'ajout de chlorure de fer favorise les phénomènes
d'adhésion de
microalgues du genre Chlorelle sur les parois de verre (Nordin J. & al.,
1967).
Il existe des méthodes dites actives de travail en surface tel que les
systèmes
mécaniques de type grattoir (Wet Labs/Sea-Bird BioWiper), jet d'eau sous
pression, ultrason,
les biocides comme chlore ou brome (Alconox), les détergents anioniques pour
le lavage
manuel, les radiations UV.
Il est possible de construire une paroi anti-fouling intégrée (C-Spray
YSI). Cela peut
être une surface composée d'un biocide qui libère progressivement l'élément
neutralisant du
biofilm dans le milieu. Ces systèmes avec biocides sont généralement composés
de sels de
cuivre, il libère le Cu2+ qui interfère avec les enzymes sur les membranes
empêchant leur
division (YSI 6-Series Anti-Fouling Kits).
Ces méthodes sont difficiles à mettre en oeuvre car il est difficile de
libérer les bonnes
doses de produits en fonction de la croissance avec un risque de déploiement
trop rapide du
biofilm. Une fois le biofilm formé, le produit est moins efficace. Par
ailleurs l'efficacité de ces
techniques chimiques est basée sur la mort des microalgues, donc au détriment
de leur
croissance.
Il reste le besoin d'un moyen d'éviter l'agrégation des microorganismes
cultivés dans
des réacteurs tout en conservant voire en améliorant les propriétés de
croissance et l'activité
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biologique de ces microorganismes.
EXPOSE DE L'INVENTION
Pour résoudre ce problème technique, l'invention concerne l'utilisation d'un
agent
floculant dans le milieu de culture pendant la culture des microorganismes
pour prévenir
l'adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la
culture est
réalisée.
L'invention concerne aussi un procédé de culture de microorganismes dans un
milieu
de culture approprié pour leur croissance, caractérisé en ce que le milieu de
culture
comprend une quantité appropriée d'un agent floculant pour prévenir l'adhésion
des
microorganismes sur les parois des réacteurs dans lesquels la culture est
réalisée.
DESCRIPTION DES FIGURES
La figure 1 représente la viabilité des microalgues avec différentes
concentrations de
chlorure de fer.
La figure 2 représente la viabilité des microalgues avec différentes
concentrations de
chlorure de zinc.
La figure 3 représente la viabilité des microalgues avec différentes
concentrations
d'amidon
La Figure 4 représente la production de biomasse de la même microalgue dans
deux
conditions, avec et sans agent floculant FeCl3. Les conditions de
températures, pH,
luminosités sont les mêmes.
La Figure 5 représente les points disposés sur la paroi de la colonne
transparente
employée comme réacteur pour la mesure de la capacité de passage de la lumière
à travers
la colonne.
La Figure 6 représente l'efficacité de 3 flocculants. Il s'agit de 2 éléments
inorganiques
dont le FeCl3, le ZnCl2 et un élément organique, l'amidon de pomme de terre.
DESCRIPTION DETAILLEE DE L'INVENTION
L'invention concerne la culture de microorganismes. Ces procédés de cultures
de
microorganismes et les microorganismes cultivés sont bien connus de l'homme du
métier.
Il s'agit notamment de bactéries, de levures ou encore de protistes, plus
particulièrement de microalgues. Selon un mode particulier et préféré de
réalisation de
l'invention, les microorganismes cultivés sont des protistes.
Par protistes , on entend tous les microorganismes unicellulaires
eucaryotes. Les
microalgues (Chlorophytes telles que Chlorella, Senedesmus, Tetraselmis,
Haematococcus ;
Charophytes, chrysophytes dont les diatomées ; Nannochloropsis ; Euglenophytes
telle que
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Euglena, Phacus ; Rodophytes dont Galdieria...etc), les champignons
unicellulaires
(Thrautochytrides telle que Schizochytrium, Aurantiochytrium ...etc), les
cyanobactéries
(Anabaena, Nostoc, Microcistis, Arthrospira, Spirulina...) ou les flagellés
hétérotrophes
(Ctypthecodinium etc.) font partie du groupe des protistes.
Lorsque les microalgues sont du genre Chlorella, elles pourront être choisies
parmi
les espèces C. acuminata, C. angustoellipsoidea, C. anitrata, C. antarctica,
C. aureoviridis,
C. autotrophica, C. bottyoides, C. caldaria, C. candida, C. capsulata, C.
chlorelloides, C.
cladoniae, C. coelastroides, C. colonialis, C. communis, C. conductrix, C. con
glomerata, C.
desiccata, C. ellipsoidea, C. elongata, C. emersonii, C. faginea, C. fusca, C.
glucotropha, C.
homosphaera, C. infusionum, C. kessleri, C. koettlitzii, C. lacustris, C.
lewinii, C. lichina, C.
lobophora, C. luteo-viridis, C. marina, C. miniata, C. minor, C. minutissima,
C. mirabilis, C.
mucosa, C. mutabilis, C. noctuma, C. nordstedtii, C. oblonga, C. oocystoides,
C. ovalis, C.
paramecii, C. parasitica, C. parva, C. peruviana, C. photophila, C. pituita,
C. pringsheimii, C.
protothecoides, C. pulchelloides, C. pyrenoidosa, C. regularis, C. reisiglii,
C. reniformis, C.
rotunda, C. rubescens, C. rugosa, C. saccharophila, C. sauna, C. simplex, C.
singularis, C.
sorokiniana, C. spaerckii, C. sphaerica, C. stigmatophora, C. subsphaerica, C.
terricola, C.
trebouxioides, C. vannielii, C. variabilis, C. viscosa, C. vo/utis, C.
vulgaris, C. zopfingiensis.
Avantageusement selon l'invention les algues du genre Chlorella pourront être
des algues
choisies parmi les espèces C. sorokiniana ou C. vulgaris.
Lorsque les microalgues sont du genre Euglena, elles pourront être choisies
entre
autres parmi les espèces E. viridis, E. gracilis, E. limosa, E. globosa, E.
prowsei, E.
polomorpha.
Lorsque les microalgues sont du genre Scenedesmus, elles pourront être
choisies
parmi les espèces S. abundans, S. aciculatus, S. aculeolatus, S. aculeotatus,
S. acuminatus,
S. acutiformis, S. acutus, S. aldavei, S. altemans, S. ambuehlii, S.
anhuiensis, S. anomalus,
S. antenna tus, S. antillarum, S. apicaudatus, S. apicula tus, S. arcua tus,
S. arista tus, S.
armatus, S. arthrodesmiformis, S. arvemensis, S. asymmetricus, S. bacillaris,
S.
baculiformis, S. bajacalifomicus, S. balatonicus, S. basiliensis, S. bemardii,
S. bicaudatus, S.
bicellularis, S. bidentatus, S. bijuga, S. bijugatus, S. bilugus, S.
brasiliensis, S.
breviaculeatus, S. brevispina, S. caribeanus, S. carinatus, S. caudato-
aculeolatus, S.
caudatus, S. chlorelloides, S. circumfusus, S. coalitus, S. costatogranulatus,
S.
crassidentatus, S. curvatus, S. decorus, S. denticulatus, S. deserticola, S.
dia gonalis, S.
dileticus, S. dimorphus, S. disciformis, S. dispar, S. disten tus, S. ecomis,
S. ellipsoideus, S.
ellipticus, S. falcatus, S. fenestra tus, S. flavescens, S. flexuosus, S.
furcosus, S. fuscus, S.
fusiformis, S. gracilis, S. graevenitzii, S. grahneisfi, S. granulatus, S.
gujaratensis, S.
gutwinskii, S. hanleyi, S. helveticus, S. heteracanthus, S. hindakii, S.
hirsutus, S. hortobagyi,
S. houlensis, S. huangshanensis, S. hystrix, S. incrassatulus, S. indianensis,
S. indicus, S.
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inermis, S. insignis, S. intermedius, S. javanensis, S. jovais, S. jugalis, S.
kerguelensis, S.
kissii, S. komarekii, S. lefevrei, S. linearis, S. &tores, S. longispina, S.
Ion gus, S. luna, S.
luna tus, S. magnus, S. maximus, S. microspina, S. minutus, S. mirus, S.
morzinensis, S.
multicauda, S. multiformis, S. multispina, S. multistria tus, S. naegelii, S.
nanus, S. nota tus, S.
nygaardii, S. oahuensis, S. obliquus, S. obtusiusculus, S. obtusus, S.
olvaltemus, S.
oocystiformis, S. opoliensis, S. omatus, S. ovaltemus, S. pannonicus, S.
papillosum, S.
parisiensis, S. parvus, S. pecsensis, S. pectinatus, S. perforatus, S.
planctonicus, S.
plarydiscus, S. platydiscus, S. pleiomorphus, S. polessicus, S.
polydenticulatus, S.
polyglobulus, S. polyspinosus, S. praetervisus, S. prismaticus, S. producto-
capitatus, S.
protuberans, S. pseudoarmatus, S. pseudobemardii, S. pseudodenticulatus, S.
pseudogranulatus, S. pseudohystrix, S. pyrus, S. quadrialatus, S. quadricauda,
S.
quadricaudata, S. quadricaudus, S. quadrispina, S. raciborskii, S. ralfsii, S.
reginae, S.
regularis, S. reniformis, S. rostrato-spinosus, S. rotundus, S. rubescens, S.
scenedesmoides,
S. schnepfii, S. schroeteri, S. securiformis, S. semicrista tus, S.
semipulcher, S.
sempervirens, S. senilis, S. serrato-perforatus, S. serratus, S. serrulatus,
S. setiferus, S.
sihensis, S. smithii, S. soli, S. sooi, S. spica tus, S. spinoso-aculeolatus,
S. spinosus, S.
spinulatus, S. striatus., S. subspicatus, S. tenuispina, S. terrestris, S.
tetradesmiformis, S.
transilvanicus, S. tricosta tus, S. tropicus, S. tschudyi, S. vacuola tus, S.
variabilis, S. velitaris,
S. verrucosus, S. vesiculosus, S. westii, S. weberi, S. wisconsinensis, S.
wuhanensis, S.
wuhuensis. Avantageusement selon l'invention les algues du genre Scenedesmus
pourront
être des algues choisies parmi les espèces S. obliquus ou S. abundans.
Lorsque les microalgues sont des diatomées, elles pourront être choisies parmi
les
genres suivants : Nitzschia, Navicula, Gyrosigma, Phaeodactylum,
Thalassiosira...etc.
Lorsque les microalgues sont du genre Nitzschia, elles pourront être choisies
parmi
les espèces N. abbreviata, N. abonuensis, N. abridia, N. accedens, N.
accommodata, N.
aciculariformis, N. acicularioides, N. acicularis (comprenant toutes ces
variétés), N.
acidoclinata, N. actinastroides, N. actydrophila, N. acula, N. acuminata
(comprenant toutes
ces variétés), N. acuta, N. adamata, N. adamatoides, N. adapta, N. adducta, N.
adductoides,
N. admissa, N. admissoides, N. aequalis, N. aequatorialis, N. aequora, N.
aequorea, N.
aerophila, N. aerophiloides, N. aestuari, N. affinis, N. africana, N. agnewii,
N. agnita, N. alba,
N. albicostalis, N. alexandrina, N. alicae, N. allanssonii, N. alpina, N.
alpinobacillum, N.
amabilis, N. ambigua, N. americana, N. amisaensis, N. amphibia, N. amphibia
(comprenant
toutes ces variétés), N. amphibioides, N. amphicephala, N. amphilepta, N.
amphioxoides, N.
amphioxys (comprenant toutes ces variétés), N. amphiplectans, N. amphiprora,
N.
amplectens, N. amundonii, N. anassae, N. andicola, N. angularis (comprenant
toutes ces
variétés), N. angulata, N. angustata (comprenant toutes ces variétés), N.
angustatula, N.
angustiforaminata, N. aniae, N. antarctica, N. antillarum, N. apiceconica, N.
apiculata, N.
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archibaldii, N. arcuata, N. arcula, N. arcus, N. ardua, N. aremonica, N.
arenosa, N. areolata,
N. armoricana, N. asperula, N. astridiae, N. atomus, N. attenuata, N. aura
ntiaca, N. aura riae,
N. aurica, N. auricula, N. australis, N. austriaca, N. bacata (comprenant
toutes ces variétés),
N. bacillariaeformis, N. bacilliformis, N. bacillum, N. balatonis, N.
balcanica, N. baltica, N.
5 barbieri (comprenant toutes ces variétés), N. barkleyi, N. barronii, N.
barrowiana, N.
bartholomei, N. bathurstensis, N. bavarica, N. behrei, N. bergii, N. beyeri,
N. biacrula, N.
bicapitata (comprenant toutes ces variétés), . bicuneata, N. bifurcata, N.
bilobata
(comprenant toutes ces variétés), N. birostrata, N. bisculpta, N. bita, N.
bizertensis, N.
blankaartensis, N. bombiformis, N. borealis, N. bosumtwiensis, N. braarudii,
N. brebissonii
(comprenant toutes ces variétés), N. bremensis (comprenant toutes ces
variétés), N. brevior,
N. brevirostris, N. brevissima (comprenant toutes ces variétés), N.
brevistriata, N. brightwellii,
N. brittonii, N. brunoi, N. bryophila, N. buceros, N. bukensis, N.
bulnheimiana, N.
buschbeckii, N. calcicola, N. caledonensis, N. calida (comprenant toutes ces
variétés), N.
califomica, N. campechiana, N. capensis, N. capitata, N. capitellata
(comprenant toutes ces
variétés), N. capuluspalae, N. camicobarica, N. camico-barica, N. challengeri,
N. chalonii, N.
chandolensis, N. chardezii, N. chasei, N. chauhanii, N. chun gara, N.
chutteri, N. circumsuta,
N. clarissima, N. clausii, N. clementei, N. clementia, N. clevei, N.
closterium (comprenant
toutes ces variétés), N. coarctata, N. cocconeiformis, N. communis (comprenant
toutes ces
variétés), N. commutata, N. commutatoides, N. compacta, N. compressa
(comprenant toutes
ces variétés), N. concordia, N. con finis, N. con formata, N. con fusa, N. con
golensis, N.
constricta (comprenant toutes ces variétés), N. consummata, N. corpulenta, N.
costei, N.
coutei, N. creticola, N. cucumis, N. cursoria, N. curta, N. curvata, N.
curvilineata, N.
curvipunctata, N. curvirostris (comprenant toutes ces variétés), N. curvula
(comprenant
toutes ces variétés), N. cuspidata, N. cylindriformis, N. cylindrus, N.
dakariensis, N.
davidsonii, N. dealpina, N. debilis, N. decipiens, N. delauneyi, N.
delicatissima, N. delicatula,
N. delognei, N. denticula (comprenant toutes ces variétés), N. denticuloides,
N. desertorum,
N. dianae, N. dia phana, N. diducta, N. didyma, N. dietrichii, N.
dilatata, N. diluviana, N.
dippelii, N. dire cta, N. diserta, N. disputata, N. dissipata (comprenant
toutes ces variétés), N.
dissipatoides, N. distans (comprenant toutes ces variétés), N. distantoides,
N. divaricata, N.
divergens, N. diversa, N. diversecostata, N. doljensis, N. draveillensis, N.
droebakensis, N.
dubia (comprenant toutes ces variétés), N. dubiformis, N. dubioides, N.
ebroicensis, N. eglei,
N. elegans, N. elegantula, N. ele gens, N. elliptica, N. elongata, N. entomon,
N. epiphytica, N.
epiphyticoides, N. epithemiformis, N. epithemioides, N. epithemoides
(comprenant toutes ces
variétés), N. epsilon, N. erlandssonii, N. erosa, N. etoshensis, N.
examinanda, N. eximia, N.
famelica, N. fasciculata, N. febigeri, N. ferox, N. ferrazae, N. fibula-fissa,
N. filiformis
(comprenant toutes ces variétés), N. flexa, N. flexoides, N. fluminensis, N.
fluorescens, N.
fluvialis, N. fogedii, N. fonticola (comprenant toutes ces variétés), N.
fonticoloides, N.
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fonticula, N. fontifuga, N. forfica, N. formosa, N. fossalis, N. fossilis, N.
fragilariiformis, N.
franconica, N. fraudulenta, N. frauenfeldii, N. frequens, N. frickei, N.
frigida (comprenant
toutes ces variétés), N. frustuloides, N. frustulum (comprenant toutes ces
variétés), N.
fruticosa, N. fundi, N. fusiformis, N. gaarderi, N. gaertnerae, N.
gandersheimiensis, N.
garrensis, N. gazellae, N. geitleri, N. geitlerii, N. gelida (comprenant
toutes ces variétés), N.
geniculata, N. gessneri, N. gieskesii, N. gigantea, N. gisela, N. glabra, N.
glacialis
(comprenant toutes ces variétés), N. glandiformis, N. goetzeana (comprenant
toutes ces
variétés), N. gotlandica, N. graciliformis, N. gracilis (comprenant toutes ces
variétés), N.
gracillima, N. graciloides, N. gradifera, N. graeffii, N. grana, N. grandis,
N. granii (comprenant
toutes ces variétés), N. granulata (comprenant toutes ces variétés), N.
granulosa, N.
groenlandica, N. grossestriata, N. grovei, N. gruendleri, N. grunowii, N.
guadalupensis, N.
guineensis, N. guttula, N. gyrosigma, N. habirshawii, N. habishawii, N.
hadriatica, N.
halteriformis, N. hamburgiensis, N. hantzschiana (comprenant toutes ces
variétés), N.
harder!, N. harrissonii, N. hassiaca, N. heidenii, N. heimii, N. hemistriata,
N. heteropolica, N.
heuflerania, N. heufleriana (comprenant toutes ces variétés), N. hiemalis, N.
hiengheneana,
N. hierosolymitana, N. hoehnkii, N. holastica, N. hollerupensis, N. holsatica,
N.
homburgiensis, N. hudsonii, N. hummii, N. hungarica (comprenant toutes ces
variétés), N.
hustedti, N. hustedtiana, N. hyalina, N. hybrida (comprenant toutes ces
variétés), N.
hybridaeformis, N. ignorata (comprenant toutes ces variétés), N. iltisii, N.
impressa, N.
improvisa, N. incerta, N. incognita, N. inconspicua, N. incrustans, N. incurva
(comprenant
toutes ces variétés), N. indica, N. indistincta, N. inducta, N. inflatula, N.
ingenua, N. inimasta,
N. innominata, N. insecta, N. insignis (comprenant toutes ces variétés), N.
intermedia
(comprenant toutes ces variétés), N. intermissa, N. interrupta, N.
interruptestriata, N. invicta
(comprenant toutes ces variétés), N. in visa, N. invisitata, N. iranica, N.
irregularis, N.
irremissa, N. irrepta, N. irresoluta, N. irritans, N. italica, N. janischii,
N. jelineckii, N.
johnmartinii, N. juba, N. jucunda, N. jugata (comprenant toutes ces variétés),
N. jugiformis,
N. kahlii, N. kanakarum, N. kanayae, N. kavirondoensis, N. kerguelensis, N.
kimberliensis, N.
kittlii, N. kittonii, N. knysnensis, N. kolaczeckii, N. kotschyi, N.
kowiensis, N. krachiensis, N.
krenicola, N. kuetzingiana (comprenant toutes ces variétés), N. kuetzingii, N.
kuetzingioides,
N. kurzeana, N. kurzii, N. kützingiana (comprenant toutes ces variétés), N.
labella, N.
labuensis, N. lacrima, N. lacunarum, N. lacunicola, N. lacus-karluki, N.
lacustris, N. lacuum,
N. laevis, N. laevissima, N. lagunae, N. lagunensis, N. lamprocampa
(comprenant toutes ces
variétés), N. lanceola (comprenant toutes ces variétés), N. lanceolata
(comprenant toutes
ces variétés), N. lancettula, N. lancettuloides, N. lange-bertalotii, N.
latens, N. latestriata, N.
latiuscula, N. lauenbergiana, N. lauenburgiana, N. lecointei, N. leehyi, N.
legleri, N. lehyi, N.
leistikowii, N. lesbia, N. lesinensis, N. lesothensis, N. leucosigma, N.
levidensis (comprenant
toutes ces variétés), N. liebetruthii (comprenant toutes ces variétés), N.
ligowskii, N. limicola,
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N. limulus, N. linearis (comprenant toutes ces variétés), N. lineata, N.
lineola, N. linkei, N.
lionella, N. &tores (comprenant toutes ces variétés), N. littorea, N. longa,
N. longicollum, N.
longirostris, N. longissima (comprenant toutes ces variétés), N. lorenziana
(comprenant
toutes ces variétés), N. lucisensibilis, N. lunaris, N. lunata, N. lurida, N.
luzonensis, N.
macaronesica, N. macedonica, N. macera, N. machardyae, N. macilenta
(comprenant toutes
ces variétés), N. magnacarina, N. mahihaensis, N. mahoodii, N. maillardii, N.
major, N.
majuscula (comprenant toutes ces variétés), N. makarovae, N. manca, N.
mancoides, N.
manguini, N. marginata, N. marginulata (comprenant toutes ces variétés), N.
marina, N.
martiana, N. maxima, N. media, N. medioconstricta, N. mediocris, N.
mediterranea, N.
metzeltinii, N. microcephala (comprenant toutes ces variétés), N. migrans, N.
minuta, N.
min utissima, N. min utula, N. miramarensis, N. miserabilis, N. mitchelliana,
N. modesta, N.
moissacensis (comprenant toutes ces variétés), N. mollis, N. monachorum, N.
monoensis, N.
montanestris, N. morosa, N. multistriata, N. nana, N. natalensis, N. na tans,
N. nathorsti, N.
navicularis, N. navis-varingica, N. navrongensis, N. neglecta, N. nelsonii, N.
neocaledonica,
N. neoconstricta, N. neofrigida, N. neogena, N. neotropica, N. nereidis, N.
nicobarica, N.
nienhuisii, N. normannii, N. notabilis, N. nova, N. novae-guineaensis, N.
novae-guineensis,
N. novaehollandiae, N. nova-zealandia, N. nyassensis, N. oberheimiana, N.
obesa, N.
obliquecostata, N. obscura, N. obscurepunctata, N. obsidialis, N. obsoleta, N.
obsoletiformis,
N. obtusa (comprenant toutes ces variétés), N. obtusangula, N. oceanica, N.
ocellata, N.
oliffi, N. omega, N. osmophila, N. ossiformis, N. ostenfeldii, N. ovalis, N.
paaschei, N.
pacifica, N. palacea, N. palea (comprenant toutes ces variétés), N. paleacea,
N.
paleaeformis, N. paleoides, N. palustris, N. pamirensis, N. panduriformis
(comprenant toutes
ces variétés), N. pantocsekii, N. paradoxa (comprenant toutes ces variétés),
N. parallela, N.
pararostrata, N. partita, N. parvula (comprenant toutes ces variétés), N.
parvuloides, N.
paxillifer, N. peisonis, N. pelagica, N. pellucida, N. pennata, N. peragallii,
N. perindistincta, N.
perminuta, N. perpusilla (comprenant toutes ces variétés), N. perspicua, N.
persuadens, N.
pertica, N. perversa, N. petitiana, N. philippinarum, N. pilum, N. pin
guescens, N. piscinarum,
N. plana (comprenant toutes ces variétés), N. planctonica, N. plicatula, N.
plioveterana, N.
polaris, N. polymorpha, N. ponciensis, N. praecurta, N. praefossilis, N.
praereinholdii, N.
princeps, N. procera, N. prolongata (comprenant toutes ces variétés), N.
prolongatoides, N.
promare, N. propin qua, N. pseudepiphytica, N. pseudoamphioxoides, N.
pseudoamphioxys,
N. pseudoamphyoxys, N. pseudoatomus, N. pseudobacata, N. pseudocapitata, N.
pseudocarinata, N. pseudocommunis, N. pseudocylindrica, N.
pseudodelicatissima, N.
pseudofonticola, N. pseudohungarica, N. pseudohybrida, N. pseudonana, N.
pseudoseriata,
N. pseudosigma, N. pseudosinuata, N. pseudostagnorum, N. pubens, N.
pulcherrima, N.
pumila, N. punctata (comprenant toutes ces variétés), N. pun gens (comprenant
toutes ces
variétés), N. pungiformis, N. pura, N. puriformis, N. pusilla (comprenant
toutes ces variétés),
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WO 2019/101899 PCT/EP2018/082318
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N. putrida, N. quadrangula, N. quickiana, N. rabenhorstii, N. radicula
(comprenant toutes ces
variétés), N. rautenbachiae, N. recta (comprenant toutes ces variétés), N.
rectiformis, N.
rectilonga, N. rectirobusta, N. rectissima, N. regula, N. reimeri, N.
reimerii, N. reimersenii, N.
retusa, N. reversa, N. rhombica, N. rhombiformis, N. rhopalodioides, N.
richterae, N. rigida
(comprenant toutes ces variétés), N. ritscheri, N. robusta, N. rochensis, N.
rolandii, N.
romana, N. romanoides, N. romanowiana, N. rorida, N. rosenstockii, N.
rostellata, N. rostrata,
N. ruda, N. rugosa, N. rupestris, N. rusingae, N. ruttneri, N. salinarum, N.
salinicola, N.
salpaespinosae, N. salvadoriana, N. sansimoni, N. sarcophagum, N. scabra, N.
scalaris, N.
scaligera, N. scalpelliformis, N. schoenfeldii, N. schwabei, N. schweikertii,
N. scutellum, N.
sellingii, N. semicostata, N. semirobusta, N. separanda, N. seriata
(comprenant toutes ces
variétés), N. serpenticola, N. serpentiraphe, N. serrata, N. sibula
(comprenant toutes ces
variétés), N. sigma (comprenant toutes ces variétés), N. sigma formis, N.
sigmatella, N.
sigmoidea (comprenant toutes ces variétés), N. silica, N. silicula (comprenant
toutes ces
variétés), N. siliqua, N. similis, N. simplex, N. simpliciformis, N. sinensis,
N. sinuata
(comprenant toutes ces variétés), N. smithii, N. sociabilis, N. socialis
(comprenant toutes ces
variétés), N. solgensis, N. solida, N. solita, N. soratensis, N. sp., N.
spathulata (comprenant
toutes ces variétés), N. speciosa, N. spectabilis (comprenant toutes ces
variétés), N.
sphaerophora, N. spiculoides, N. spiculum, N. spinarum, N. spinifera, N.
stagnorum, N.
steenbergensis, N. stellata, N. steynii, N. stimulus, N. stoliczkiana, N.
stompsii (comprenant
toutes ces variétés), N. strelnikovae, N. stricta, N. strigillata, N.
striolata, N.
subaccommodata, N. subacicularis, N. subacuta, N. subamphioxioides, N.
subapiculata, N.
subbacata, N. subcapitata, N. subcapitellata, N. subcohaerens (comprenant
toutes ces
variétés), N. subcommunis, N. subconstricta, N. subcurvata, N. subdenticula,
N. subfalcata,
N. subfraudulenta, N. subfrequens, N. subfrustulum, N. subgraciloides, N.
subinflata, N.
subinvicta, N. sublaevis, N. sublanceolata, N. sublica, N. sublinearis, N.
sublongirostris, N.
submarina, N. submediocris, N. subodiosa, N. subpacifica, N. subpunctata, N.
subromana,
N. subrostrata, N. subrostratoides, N. subrostroides, N. subsalsa, N.
subtilioides, N. subtilis
(comprenant toutes ces variétés), N. subtubicola, N. subvitrea, N.
suchlandtii, N. sulcata, N.
sundaensis, N. supralitorea, N. tabellaria, N. taenia, N. taeniiformis, N. tan
tata, N. tarda, N.
taylorii, N. temperei, N. tenella, N. tenerifa, N. tenuiarcuata, N.
tenuirostris, N. tenuis
(comprenant toutes ces variétés), N. tenuissima, N. tergestina, N. terrestris,
N. terricola, N.
thermalis (comprenant toutes ces variétés), N. thermaloides, N. tibetana, N.
tirstrupensis, N.
tonoensis, N. towutensis, N. translucida, N. tropica, N. ttyblionella
(comprenant toutes ces
variétés), N. tsarenkoi, N. tubicola, N. tumida, N. turgidula, N.
turgiduloides, N. umaoiensis,
N. umbilicata, N. umbonata, N. vacillata, N. vacua, N. valdecostata, N.
valdestriata, N.
valens, N. valga, N. valida (comprenant toutes ces variétés), N. vanheurckii,
N. vanoyei, N.
vasta, N. ventricosa, N. vermicularioides, N. vermicularis (comprenant toutes
ces variétés),
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N. vermicularoides, N. vexans, N. victoriae, N. vidovichii, N. vildaryana, N.
villarealii, N.
virgata, N. visurgis, N. vitrea (comprenant toutes ces variétés), N. vivax
(comprenant toutes
ces variétés), N. vixnegligenda, N. vonhauseniae, N. vulga, N. weaveri, N.
weissflogii, N.
westii, N. williamsiii, N. wipplingeri, N. witkowskii, N. wodensis, N.
woltereckii, N.
woltereckoides, N. wuellerstorfii, N. wunsamiae, N. yunchengensis, N. zebuana,
N.
zululandica.
Avantageusement selon l'invention, les algues du genre Nitzschia pourront être
des
algues choisies parmi les espèces N. sp.
Lorsque les microalgues sont du genre Haematococcus, elles pourront être
choisies
parmi les espèces H. allmanii, H. buetschlii, H. capensis, H. carocellus, H.
droebakensis,
H. grevilei, H. insignis, H. lacustris, H. murorum, H. pluvialis, H. salin us,
H, sanguineis, H.
thermalis, H. zimbabwiensis.
Lorsque les microalgues sont du genre Aura ntiochytrium , elles pourront être
choisies
parmi les espèces: A. limacinum, A. mangrovei
Lorsque les microalgues sont du genre Schizochytrium , elles pourront être
choisies
parmi les espèces: S. aggregatum, S. limacinum, S. mangrovei, S. minutum, S.
octosporum.
Lorsque les microalgues sont du genre Ctypthecodinium , elles pourront être
choisies
parmi les espèces: C. cohnii, C. setense.
Lorsque les microalgues sont du genre Tetraselmis , elles pourront être
choisies
parmi les espèces: T. alacris, T. apiculata, T. amoldii, T. ascus, T.
astigmatica, T. bichlora, T.
bilobata, T. bolosiana, T. chui, T. contracta, T. con volutae, T. cordiformis,
T. desikacharyi, T.
elliptica, T. fontiana, T. gracilis, T. hazenii, T. helgolandica, T.
impellucida, T. incisa, T.
inconspicua, T. indica, T. levis, T. maculata, T. marina, T. mediterranea, T.
micropapillata, T.
rubens, T. stria ta, T. subcordiformis, T. suecica, T. tetrabrachia, T.
tetrathele, T. verrucosa,
T. viridis, T. wettsteinii.
Selon un mode particulier de réalisation de l'invention, les protistes sont
choisis parmi
celles des genres Chlorella, Galdieria, Euglena, cyanobacteria et diatomées.
Les méthodes de cultures de microorganismes sont également bien connues de
l'homme du métier, qu'elles soient en mode auxotrophe, hétérotrophe ou
mixotrophe
(références). Les milieux de cultures employés pour ces différents modes de
culture adaptés
aux différents microorganismes précités sont également bien connus de l'homme
du métier
(référence).
L'invention est particulièrement adaptée pour des cultures dites de longues
durées (de
plusieurs jours à plusieurs mois), sujettes au phénomène d'adhésion des
microorganismes
aux parois des réacteurs dans lesquels ils sont cultivés.
Les réacteurs employés pour ces différents modes de culture sont également
connus
de l'homme du métier, tels que dans les colonnes à bulles, les airlifts
(Lesson: Industrial
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WO 2019/101899 PCT/EP2018/082318
Applications of Microbes, Dr. Parvinder Kaur, page 11-12), les fermenteurs
(Tryton Tm), les
photobioréacteurs tubulaires (Schott, Synoxis Algae) les raceways et les
bioréacteurs.
Les parois des bioréacteurs sont en matériaux connus de l'homme du métier,
notamment en plastique flexible, en acier inoxydable, en béton ou en brique.
5 L'invention est particulièrement adaptée aux cultures réalisées dans des
réacteurs
comprenant au moins une paroi transparente pour laisser passer la lumière,
qu'il s'agisse de
lumière naturelle ou de lumière artificielle, en mode autotrophe ou en mode
mixotrophe.
Les parois transparentes à la lumière, bien connues de l'homme du métier,
peuvent
être en verre, en borosilicate, en plastique de type polyméthacrylate de
méthyle (PMMA),
10 polychlorure de vinyle (PVC), polyéthylène (PE) en particulier polyéthylène
basse densité
(PE-LD), polycarbonate, polystyrène (PS). De manière avantageuse, les parois
transparentes sont en PMMA, en PVC, en PE ou en polycarbonate.
L'invention est en particulier adaptée pour des réacteurs à parois
transparentes de type
colonnes à bulles en mode autotrophe pour la culture de microalgues, comme des
puits à
carbone. Ces puits à carbone sont des colonnes à bulles ou air lifts pour
faire croitre des
microalgues en mode auxotrophe et dans lequel on fait passer l'air ambiant
dont le dioxyde
de carbone est absorbé par les microorganismes comme source de carbone. En se
multipliant elles dépolluent l'atmosphère en absorbant du dioxyde de carbone.
De tels
systèmes sont notamment décrits dans WO 2014/063229 ou WO 2017/077061.
Pour se diviser la microalgue a besoin de lumière. La disponibilité en lumière
dans le
milieu est indispensable au développement des microalgues. Or, l'adhésion sur
les parois du
réacteur diminue la lumière disponible et les capacités de croissance, et donc
d'absorption
du carbone des microalgues.
Le puits de carbone correspond à une colonne de volume variable contenant des
microalgues qui vont pouvoir capter entre 1 et 10000 tonnes de CO2 par an.
Dans certains cas, la lumière ne provient pas de l'extérieur du bioréacteur
par des
parois transparentes, mais la lumière est apportée à l'intérieur du
bioréacteur en plongeant
des sources de lumières étanches dans la cuve. Par exemple, un système de
contre-pâles
lumineuses peut être utilisé (W02014/174182). L'invention permet alors de
réduire
l'adhérence des cellules sur la source de lumière.
En limitant l'adhésion, on augmente la disponibilité en lumière dans le
bioréacteur. Par
conséquent les microalgues maintiennent leurs capacités de croissance et on
réduit les
coûts de nettoyage des colonnes.
Les microalgues employées dans ces puits de carbone sont généralement choisis
parmi les microalgues chlorophylliennes ou non mais aussi d'autre
microorganisme ayant
généralement des membranes externes négatives. Ces microorganismes ayant
généralement des membranes externes négatives et susceptibles d'être employés
dans des
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WO 2019/101899 PCT/EP2018/082318
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puits de carbone sont bien connus de l'homme du métier, en particulier parmi
celles des
genres Chlorella, Galdieria, Euglena, cyanobacteria et diatomées.
Le milieu de culture employé comprend le BG-11 growth media , décrit et
commercialisé par UTEX (UTEX Culture Collection of Algae, 205 W. 24th St,
Biological Labs
218, The University of Texas at Austin (F0402), Austin, TX 78712 USA). Pour
une culture
autotrophe, le milieu de culture ne comprend pas de source de carbone autre
que le dioxyde
de carbone contenu dans l'air qui passe dans le milieu de culture. Toutefois,
pour amorcer la
croissance des microalgues ou la relancer, on peut temporairement ajouter une
source de
carbone autre que le dioxyde de carbone, comme du glucose.
Le débit en air ambiant dans le milieu de culture correspond à un débit allant
de 0,3 à
0,5 vvm. L'air extérieur contenant du CO2 passe à travers un bulleur pour être
injecté dans
la colonne. L'air injecté peut également provenir de fumée d'usine (par
exemple des usines
d'incinération) qui contiennent entre 1 et 20% de CO2.
Lorsque la quantité de biomasse maximum est atteinte, le puits de carbone est
vidangé. Enfin, le puits est de nouveau rempli avec du milieu pour être
inoculé avec des
microalgues.
Les agents floculants sont bien connus de l'homme du métier. Ils sont
généralement
employés à la fin de la culture des microorganismes, ajoutés au mout de
fermentation
lorsque la culture est terminée pour faciliter la séparation de la biomasse du
milieu de culture
(Hanotu J. & al., 2012). Ces ajouts une fois la culture terminée ne sont
généralement pas
préjudiciable à l'usage des microalgues récupérées, par exemple pour des
aliments destinés
à l'aquaculture (US 2013/205850).
Ces agents floculants sont organiques ou inorganiques, tels que le chitosane,
les
arboxyméthylcelluloses, des amidons ou dérivés d'amidons comme l'amidon de
riz, l'amidon
de maïs, l'amidon de tapioca, la dextrine jaune, l'amidon de pomme de terre,
l'amidon
prégélatinisé ou l'amidon cationique pour les floculants organiques, ou le
sulfate
d'aluminium, le chlorure de calcium, chlorure de zinc ou chlorure de fer pour
les floculants
inorganiques.
Contrairement aux usages de l'état de la technique, l'utilisation des agents
floculants
selon l'invention se fait pendant la culture, dans le milieu de culture, non
pas pour favoriser la
séparation de la biomasse du milieu de culture, mais pour favoriser le
maintien de cette
biomasse dans le milieu de culture en prévenant son adhésion sur les parois
des réacteurs.
Les agents floculants selon l'invention doivent pourvoir être employés sans
affecter les
capacités de croissance et l'activité biologique des microorganismes cultivés.
En effet les
tests de viabilités ont révélé que les agents floculants et le chlorure de fer
en particulier ne
perturbent pas la croissance des microalgues. (Figures 1, 2 et 3)
L'homme du métier saura sélectionner par de simples essais de laboratoire les
agents
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floculants les mieux adaptés aux microorganismes cultivés et à leurs
conditions de culture.
De manière préférée, les agents floculants employés dans le milieu de culture
selon
l'invention sont choisis parmi le chlorure de zinc et le chlorure de fer, plus
préférentiellement
le chlorure de fer. Ces agents floculants sont disponibles sur le marché,
notamment sous les
noms iron(III) chloride, chlorure de fer(III), chlorure ferrique, perchlorure
de fer chez des
fournisseurs comme VWR et Sigma.
L'homme du métier saura déterminer par de simples essais de laboratoire la
quantité
appropriée d'agent floculant nécessaire pour prévenir l'adhésion des
microorganismes aux
parois.
L'homme du métier saura déterminer la quantité de floculant à ajouter, en
particulier
pour obtenir une efficacité de floculation (pourcentage de biomasse sédimenté
par rapport à
la biomasse totale) d'au moins 10%, de manière avantageuse d'au moins 30%. En
effet,
l'efficacité de floculation change en fonction du floculant pour une même
concentration. La
composition de milieu de culture et la souche de microorganisme utilisée peut
également
avoir un impact sur l'efficacité de floculation. Ces ajustements font partie
des travaux de
mise au point de routine connus de l'homme du métier.
De manière avantageuse, la quantité d'agent floculant dans le milieu de
culture va de
50 à 450 mg/L, plus particulièrement de 150 à 350 mg/L.
L'ajout d'agent floculants dans le milieu de culture peut conduire à la
formation
d'agrégats cellulaires en suspension. De manière à prévenir ou limiter cette
formation
d'agrégats, la culture sera faite dans des conditions usuelles d'agitation,
comme une
agitation mécanique ou bien passive telle que dans une colonne à bulle ou un
réacteur air
lift .
L'ajout d'agent floculant dans le milieu de culture peut être fait à tout
moment pendant
la culture de manière à prévenir ou limiter la formation d'adhésion sur les
parois du réacteur.
De manière préférentielle, l'agent floculant est ajouté dans le milieu de
culture dès le début
du procédé de culture et maintenu dans ce milieu de culture jusqu'à la fin de
la culture.
L'invention concerne également un milieu de culture approprié pour la culture
de
microorganismes, caractérisé en ce qu'il comprend de 50 à 450 mg/L, plus
particulièrement
de 150 à 350 mg/L d'agent floculant tel que défini précédemment, en
particulier de chlorure
de fer.
EXEMPLES
On effectue deux cultures de microalgues, un témoin sans agent floculent et
une avec
l'agent floculant FeCl3.
Matériels et Méthodes
Microalgues
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Les microalgues employées dans cet exemple viennent de l'espèce Chlorella
soroki nia na.
Milieu de culture
Un milieu de type BG-11 growth media (UTEX) a été utilisé.
Conditions de culture
Les colonnes ont été inoculé à 0.5 g/L de microalgue. La température est
restée
constante à 30 C. La luminosité a été fixé à 500 pEinstein/m2/s. Le pH est
stabilisé à 6.3
jusqu'à 160 heures (témoin) 189 heures (Fec13) puis n'est plus régulé, le pH
va monter à 8
pour se stabiliser à ce niveau jusqu'à la fin de l'expérience. Il a été choisi
de ne plus réguler
le pH car un pH élevé permet d'augmenter les capacités de collage des
microalgues aux
parois.
Récupération de la biomasse
La biomasse est récupérée avec une pompe, on obtient la biomasse en suspension
ainsi que celle resté au fond de la colonne. Ensuite on ajoute un volume d'eau
à la colonne
afin de décoller les microalgues restées sur les parois. Une mesure de masse
sèche est
effectuée sur chacun des lots.
Passage de la lumière
L'analyse de la capacité de passage de la lumière à travers la colonne est
mesurée sur
24 points disposés sur la paroi de la colonne comme représentés sur la Figure
5. Ces
mesures exprimées en pEinstein/m2/s.
Résultats
La Figure 4 permet montre la différence de production de biomasse avec et sans
agent
floculant. Pour l'expérience effectuée avec le floculant, on note que jusqu'à
1 g/L de
biomasse supplémentaire dans le milieu de culture comparé à la même culture
sans agent
floculant. Cette biomasse supplémentaire est due aux non-collages des
microalgues sur la
paroi.
En fin d'expérience on fait la distinction entre la biomasse dans le milieu de
culture et
celle collée sur les parois.
Dans le cadre de l'expérience sans FeCl3, la biomasse totale en suspension
dans le
milieu représente 14,7 g et la biomasse restée au fond de la colonne s'élevé à
5,6 g. La
biomasse collée aux parois est de 1,013 g ce qui représente 4.74 % de la
biomasse totale.
Dans le cadre de l'expérience avec FeCl3, la biomasse totale en suspension
dans le
milieu représente 18 g et la biomasse restée au fond de la colonne s'élevé à
1,11 g. La
biomasse collée aux parois est de 0,043 g ce qui représente 0.22 % de la
biomasse totale.
On constate une plus grande quantité de biomasse en suspension avec
l'utilisation du
FeCl3 ou 94% de la biomasse en suspension contre 69% dans le témoin.
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Tableau 1 Proportion de MS dans les 3 zones de la colonne
Témoin Témoin FeCl3 FeCl3
(g) % Biomasse (g)
% Biomasse
MS Milieu 14,700 68,769 18,050
94,17
MS au fond 5,663 26,492 1,075
5,61
MS paroi 1,013 4,739 0,043
0,22
Total 21,376 100,000 19,168
100,00
Les résultats de l'analyse du passage de la lumière à travers les parois de la
colonne
sont donnés dans le Tableau 2 ci-dessous.
Les mesures de la lumière ont été effectué sur 24 points comme présenté sur la
représentation schématique de la colonne en Figure 5. La lumière a été mesuré
sur une
colonne propre sans microalgues, sur une colonne témoin avec microalgue et une
colonne
contenant du FeCl3 avec des microalgues.
Tableau 2: Mesure de 24 points sur la colonne
mol par
mol par mol par
point Différence Différence
Point point point
colonne FeCl3 %
Témoin %
Témoin FeCl3
propre
A 120 214 295 -27,46 -59,32
B 125 252 314 -19,75 -60,19
C 236 232 289 -19,72 -18,34
D 200 198 228 -13,16 -12,28
E 13 204 287 -28,92 -95,47
F 109 263 298 -11,74 -63,42
G 189 248 274 -9,49 -31,02
H 128 192 225 -14,67 -43,11
I 143 233 307 -24,10 -53,42
J 213 254 317 -19,87 -32,81
K 223 236 270 -12,59 -17,41
L 191 189 225 -16,00 -15,11
M 143 244 302 -19,21 -52,65
N 200 256 297 -13,80 -32,66
0 204 233 262 -11,07 -22,14
P 175 190 212 -10,38 -17,45
Q 156 246 291 -15,46 -46,39
R 199 257 299 -14,05 -33,44
S 198 235 268 -12,31 -26,12
CA 03083147 2020-05-20
WO 2019/101899 PCT/EP2018/082318
T 175 186 223 -16,59 -21,52
U 123 196 293 -33,11 -58,02
V 199 242 302 -19,87 -34,11
W 222 226 280 -19,29 -20,71
X 193 185 228 -18,86 -15,35
Moyenne -17,56 -36,77
Sur les 12 points qui constituent la partie inférieure de la colonne, la
pénétration de la
lumière est 2.78 fois plus importante avec la présence de FeCl3.
Tableau 3: Mesure des 12 points de la moitié inférieure de la colonne
Point mol par point Témoin mol par point FeCl3 FeCl3/Témoin
A 120 214 1,78
B 125 252 2,02
E 13 204 15,69
F 109 263 2,41
I 143 233 1,63
J 213 254 1,19
M 143 244 1,71
Moyenne 3,78
5
L'ensemble des résultats montre une amélioration des cultures de
microorganismes
dues à la présence d'un agent floculant dans le milieu de culture, due à la
prévention de
l'adhésion des microorganismes sur les parois des réacteurs.
Des résultats similaires seront obtenus avec d'autres microorganismes dans
d'autres
10 conditions de culture en mode hétérotrophe ou mixotrophe, en particulier
dans le cas de
cultures de longues durées, en particulier pour la culture de Chlorelle,
Galdieria, Euglena,
cyanobacteria, diatomées.
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WO 2019/101899 PCT/EP2018/082318
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